Первые данные об антибактериальной активности цестод

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Представлены первые результаты, подтверждающие наличие веществ с антибактериальной активностью в тканях и секретируемых продуктах цестод Eubothrium rugosum и Triaenophorus nodulosus, обитающих в кишечнике рыб. Интенсивность роста тест-штаммов бактерий Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Shigella sonnei, Salmonella enteritidis, Micrococcus luteus, Pseudomonas aeruginosa в жидкой среде достоверно снижалась при добавлении среды инкубации или экстрактов из тканей цестод. Выявлено разнонаправленное влияние среды инкубации, фракции тегумента цестод и экстракта тканей на рост тест-культур бактерий, а также особенности эффектов исследуемых фракций на бактерии разных таксонов. Бактерии Shigella sonnei демонстрировали наибольшую степень подавления роста в результате антибактериального действия среды инкубации и экстракта тегумента Eubothrium rugosum и Triaenophorus nodulosus.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. И. Извекова

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: izvekova@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, Некоузский р-н, Ярославская обл.

Е. С. Филончикова

Уральское отделение Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru

Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза

Россия, Оренбург

Т. В. Фролова

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, Некоузский р-н, Ярославская обл.

А. О. Плотников

Уральское отделение Российской академии наук

Email: izvekova@ibiw.ru

Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза

Россия, Оренбург

Список литературы

  1. Герасимов Ю.В., Соломатин Ю.И, Базаров М.И. и др. 2024. Влияние потепления климата на популяционные показатели рыб водоемов Верхней Волги // Биология внутр. вод. № 4. С. 587. https://doi.org/10.31857/S0320965224040074
  2. Извекова Г.И. 2022. Паразитарные инвазии и кишечная микробиота: аспекты взаимоотношений (обзор) // Изв. РАН. Сер. биол. № 4. С. 401. https://doi.org/10.31857/S1026347022040072
  3. Извекова Г.И., Немцева Н.В., Плотников А.О. 2008. Таксономическая характеристика и физиологические свойства микроорганизмов из кишечника щуки (Esox lucius) // Изв. РАН. Сер. биол. № 6. С. 688.
  4. Плотников А.О., Корнева Ж.В., Извекова Г.И. 2010. Морфо-физиологическая характеристика бактерий, населяющих слизистую кишечника щуки (Esox lucius L.) // Биология внутр. вод № 2. С. 77.
  5. Соколова Т.С., Федорова О.С., Салтыкова И.В. и др. 2019. Взаимодействие гельминтов и микробиоты кишечника: значение в развитии и профилактике хронических неинфекционных заболеваний // Бюл. сибирской медицины. Т. 18. № 3. С. 214.
  6. Ashour D.S., Othman A.A. 2020. Parasite–bacteria interrelationship // Parasitol. Res. V. 119. P. 3145. https://doi.org/10.1007/s00436-020-06804-2
  7. Bruno R., Maresca M., Canaan S. et al. 2019. Worms’ antimicrobial peptides // Mar. Drugs. 17A. № 512. P. 2. https://doi.org/10.3390/md17090512
  8. Da Costa J.P., Cova M., Ferreira R., Vitorino R. 2015. Antimicrobial peptides: An alternative for innovative medicines? // Appl. Microbiol. Biotechnol. V. 99. P. 2023. https://doi.org/10.1007/s00253-015-6375-x
  9. Dalton J.P., Skelly P., Halton D.W. 2004. Role of the tegument and gut in nutrient uptake by parasitic platyhelminths // Can. J. Zool. V. 82. № 2. P. 221. https://doi.org/10.1139/z03-213
  10. Dezfuli B.S., Bosi G., DePasquale J.A. et al. 2016. Fish innate immunity against intestinal helminthes // Fish and Shellfish Immunol. V. 50. P. 274. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2016.02.002
  11. Giacomin P., Agha Z., Loukas A. 2016. Helminths and intestinal flora team up to improve gut health // Trends in Parasitol. V. 32. P. 664. https://doi.org/10.1016/j.pt.2016.05.006
  12. Izvekova G.I., Frolova T.V., Izvekov E.I. et al. 2021. Localization of the proteinase inhibitor activity in the fish cestode Eubothrium rugosum // J. Fish Diseases. V. 44. P. 1951. https://doi.org/10.1111/jfd.13508.IF 2.767
  13. Kashinskaya E.N., Simonov E.P., Poddubnaya L.G. et al. 2023. Trophic diversification and parasitic invasion as ecological niche modulators for gut microbiota of whitefish // Front. Microbiol. V. 14. P. 1090899. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1090899
  14. Kreisinger J., Bastien G., Hauffe H.C. et al. 2015. Interactions between multiple helminthes and the gut microbiota in wild rodents // Phil. Trans. R. Soc. B. V. 370. P. 20140295. https://doi.org/10.1098/rstb.2014.0295
  15. Loke P., Lim Y.A.L. 2015. Helminths and the microbiota: parts of the hygiene hypothesis // Parasite Immunol. V. 37. P. 314. https://doi.org/10.1111/pim.12193
  16. Midha A., Janek K., Niewienda A. et al. 2018. The intestinal roundworm Ascaris suum releases antimicrobial factors which interfere with bacterial growth and biofilm formation // Front. Cell. Infect. Microbiol. V. 8. A. P. 271. https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00271
  17. Rausch S., Midha A., Kuhring M. et al. 2018. Parasitic nematodes exert antimicrobial activity and benefit from microbiota-driven support for host immune regulation // Front. Immunol. V. 9. P. 2282. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.02282
  18. Rowland I., Gibson G., Heinken A. et al. 2018 Gut microbiota functions: metabolism of nutrients and other food components // Eur. J. Nutr. V. 57. P. 1. https://doi.org/10.1007/s00394-017-1445-8
  19. Tassanakajon A., Somboonwiwat K., Amparyup P. 2015. Sequence diversity and evolution of antimicrobial peptides in invertebrates // Devel. and Comp. Immunol. V. 48. P. 324. https://doi.org/10.1016/j.dci.2014.05.020
  20. Zaiss M.M., Harris N.L. 2016. Interactions between the intestinal microbiome and helminth parasites // Parasite Immunol. V. 38. P. 5. https://doi.org/10.1111/pim.12274

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Плотность в жидкой среде тест-культур бактерий Shigella sonnei (а), Staphylococcus aureus (б) и Pseudomonas aeruginosa (в) при инкубации с различными фракциями цестоды Eubothrium rugosum. I – контроль; II – среда инкубации цестод; III – фракция тегумента; IV – экстракт червя.

Скачать (201KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Плотность в жидкой среде тест-культур бактерий Shigella sonnei (а), Pseudomonas aeruginosa (б), Micrococcus luteus (в) и Escherichia сoli (г) при инкубации с различными фракциями цестоды Triaenophorus nodulosus. I – контроль; II – среда инкубации цестод; III – фракция тегумента; IV – экстракт червя.

Скачать (284KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025