Множественные неканонические стэкинг-взаимодействия гетероциклических оснований как один из главных факторов организации третичной структуры РНК

Обложка
  • Авторы: Метелев В.Г1, Баулин Е.Ф2, Богданов А.А1,3,4
  • Учреждения:
    1. Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультет
    2. Институт математических проблем биологии РАН - филиал ИПМ имени М.В. Келдыша РАН
    3. НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
    4. Государственный научный центр Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН
  • Выпуск: Том 88, № 6 (2023)
  • Страницы: 973-983
  • Раздел: Статьи
  • URL: https://genescells.com/0320-9725/article/view/665334
  • DOI: https://doi.org/10.31857/S0320972523060076
  • EDN: https://elibrary.ru/EFLFMJ
  • ID: 665334

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Межплоскостные (стэкинг) взаимодействия гетероциклических оснований нуклеотидных остатков (н.о.) РНК являются одним из важнейших факторов организации её вторичной и третичной структуры. Большая часть таких (канонических) взаимодействий осуществляется между непосредственными соседями в полинуклеотидных цепях РНК. Однако по мере накопления данных об атомных третичных структурах самых разнообразных РНК и их комплексов с белками стало ясно, что с помощью стэкинга оснований (неканонического) могут взаимодействовать н.о. РНК, не являющиеся соседями в их полинуклеотидных цепях и иногда разделённые в первичной структуре РНК десятками или сотнями н.о. В настоящей работе представлена исчерпывающая база данных о таких элементах и их окружении в макромолекулах природных и синтетических РНК. Они названы NA-BSE (nonadjacent base-stacking elements). Анализ этих данных показал, что формирующие NA-BSE н.о. составляют в среднем около четверти всех н.о. той или иной РНК и должны рассматриваться как полноценные мотивы в их третичной структуре. В работе проведена классификация NA-BSE по типам локализации в макромолекулах РНК. Показано, что структурообразующая роль NA-BSE состоит в компактном сворачивании однотяжевых петель РНК, в превращении двутяжевых и более сложноорганизованных петель в несовершенные спирали, а также в связывании удалённых в первичной и вторичной структуре районов РНК.

Об авторах

В. Г Метелев

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультет

119991 Москва, Россия

Е. Ф Баулин

Институт математических проблем биологии РАН - филиал ИПМ имени М.В. Келдыша РАН

142290 Пущино, Россия

А. А Богданов

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультет;НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова;Государственный научный центр Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: bogdanov@belozersky.msu.ru
119991 Москва, Россия;119992 Москва, Россия;117997 Москва, Россия

Список литературы

  1. Fresco, J. R., Alberts, B. M., and Doty, P. (1960) Some molecular details of the secondary structure of ribonucleic acids, Nature, 188, 98-101, doi: 10.1038/188098a0.
  2. Spirin, A. S. (1960) On macromolecular structure of native high-polymer ribonucleic acid in solution, J. Mol. Biol., 2, 436-446, doi: 10.1016/S0022-2836(60)80054-X.
  3. Butcher, S. E., and Pyle, A. M. (2011) The molecular interactions that stabilize RNA tertiary structure: RNA motifs, patterns, and networks, Acc. Chem. Res., 44, 1302-1311, doi: 10.1021/ar200098t.
  4. Nissen, P., Ippolito, J. A., Ban, N., Moore, P. B., and Steitz, T. A. (2001) RNA tertiary interactions in the large ribosomal subunit: the A-minor motif, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 4899-4903, doi: 10.1073/pnas.081082398.
  5. Klein, D. J., Schmeing, T. M., Moore, P. B., and Steitz, T. A. (2001) The kink-turn, EMBO J., 20, 4214-4221, doi: 10.1093/emboj/20.15.4214.
  6. Chawla, M., Chermak, E., Zhang, O., Bujnicki, J. M., Oliva, R., and Cavallo, L. (2017) Occurrence and stability of lone pair-stacking interactions between ribose and nucleobases in functional RNAs, Nucleic Acids Res., 45, 11019-11032, doi: 10.1093/nar/gkx757.
  7. Baulin, E., Metelev, V., and Bogdanov, A. (2020) Base-intercalated and base-wedged stacking elements in 3D-structure of RNA and RNA-protein complexes, Nucleic Acids Res., 48, 8675-8685, doi: 10.1093/nar/gkaa610.
  8. Dallas, A., and Moore, P. B. (1997) The loop E-loop D region of Escherichia coli 5S rRNA: the solution structure reveals an unusual loop that may be important for binding ribosomal proteins, Structure, 5, 1639-1653, doi: 10.1016/s0969-2126(97)00311-0.
  9. Cate, J. H., Gooding, A. R., Podell, E., Zhou, K., Golden, B. L., Kundrot, C. E., Cech, T. R., and Doudna, J. A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing, Science, 273, 1678-1685, doi: 10.1126/science.273.5282.1678.
  10. Teplova, M., Malinina, L., Darnell, J. C., Song, J., Lu, M., Abagyan, R., Musunuru, K., Teplov, A., Burley, S. K., Darnell, R. B., and Patel, D. J. (2011) Protein-RNA and protein-protein recognition by DualKH1/2 domains of the neuronal splicing factor Nova-1, Structure, 19, 930-944, doi: 10.1016/j.str.2011.05.002.
  11. Leontis, N. B., and Zirbel, C. L. (2012) Nonredundant 3D structure datasets for RNA knowledge extraction and benchmarking, RNA 3D Structure Analysis and Prediction (Leontis, N., and Westhof, E., eds), Nucleic Acids and Molecular Biology, 27, 282-298, Springer-Verlag Berlin Heidelberg, doi: 10.1007/978-3-642-25740-7_13.
  12. Lu, X.-J., Bussemaker, H. J., and Olson, W. K. (2015) DSSR: an integrated software tool for dissecting the spatial structure of RNA, Nucleic Acids Res., 43, e142, doi: 10.1093/nar/gkv716.
  13. Shalybkova, A. A., Mikhailova, D. S., Kulakovskiy, I. V., Fakhranurova, L. I., and Baulin, E. F. (2021) Annotation of the local context of RNA secondary structure improves the classification and prediction of A-minors, RNA, 27, 907-919, doi: 10.1261/rna.078535.120.
  14. Yogesh, K., Gupta, Y. K., Nair, D. T., Wharton, R. P., Aggarwal, A. K. (2008) Structures of human Pumilio with noncognate RNAs reveal molecular mechanisms for binding promiscuity, Structure, 16, 549-557, doi: 10.1016/j.str.2008.01.006.
  15. Guogas, L. M., Filman, D. J., Hogle, J. M., and Gehrke, L. (2004) Cofolding organizes alfalfa mosaic virus RNA and coat protein for replication, Science, 306, 2108-2111, doi: 10.1126/science.1103399.
  16. Mondragón, A. (2013) Structural studies of RNase P, Annu. Rev. Biophys., 42, 537-557, doi: 10.1146/annurev-biophys-083012-130406.
  17. Krasilnikov, A. S., Xiao, Y., Pan, T., and Mondragón, A. (2004) Basis for structural diversity in homologous RNAs, Science, 306, 104-107, doi: 10.1126/science.1101489.
  18. Krasilnikov, A. S., Yang, X., Pan, T., and Mondragón, A. (2003) Crystal structure of the specificity domain of ribonuclease P, Nature, 421, 760-764, doi: 10.1038/nature01386.
  19. Reiter, N. J., Osterman, A., Torres-Larios, A., Swinger, K. K., Pan, T., and Mondragón, A. (2010) Structure of a bacterial ribonuclease P holoenzyme in complex with tRNA, Nature, 468, 784-789, doi: 10.1038/nature09516.
  20. Mignon, P., Loverix, S., Steyaert, J., and Geerlings, P. (2005) Influence of the π-π interaction on the hydrogen bonding capacity of stacked DNA/RNA bases, Nucleic Acids Res., 33, 1779-1789, doi: 10.1093/nar/gki317.
  21. Leontis, N. B., and Westhof, E. (2001) Geometric nomenclature and classification of RNA base pairs, RNA, 7, 499-512, doi: 10.1017/s1355838201002515.
  22. Noller, H. F., Donohue, J. P., and Gutell, R. R. (2022) The universally conserved nucleotides of the small subunit ribosomal RNAs, RNA, 28, 623-644, doi: 10.1261/rna.079019.121.
  23. Sergiev, P. V., Kiparisov, S. V., Burakovsky, D. E., Lesnyak, D. V., Leonov, A. A., Bogdanov, A. A., and Dontsova, O. A. (2005) The conserved A-site finger of the 23S rRNA: just one of the intersubunit bridges or a part of the allosteric communication pathway? J. Mol. Biol., 353, 116-123, doi: 10.1016/j.jmb.2005.08.006.
  24. Walkera, A. S., Russ, W. P., Ranganathanc, R., and Schepartza, A. (2020) RNA sectors and allosteric function within the ribosome, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 19879-19887, doi: 10.1073/pnas.1909634117.
  25. Peselis, A., and Serganov, A. (2021) Cooperativity and allostery in RNA systems, Methods Mol. Biol., 2253, 255-271, doi: 10.1007/978-1-0716-1154-8_15.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2023