Определение активности главной протеазы SARS-CoV-2 (Mpro) путём электроокисления остатка тирозина в модельном пептиде

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Разработан подход для определения каталитической активности главной протеазы SARS-CoV-2 (Mpro), основанный на регистрации площади пика электрохимического окисления остатка тирозина модельного пептидного субстрата CGGGAVLQSGY, иммобилизованного на поверхности печатного графитового электрода (ПГЭ), модифицированного наночастицами золота (AuНЧ). AuНЧ были получены методом электросинтеза. Определены параметры стационарной кинетики Mpro по отношению к модельному пептиду: константа каталитическая (kcat) – (3,1 ± 0,1)·10−3 c−1; константа Михаэлиса (KM) – (358 ± 32)·10−9 М; эффективность катализа (kcat/KM) – 8659 c−1/М. Предел обнаружения (LOD) для Mpro с помощью разработанной электрохимической системы был определён как 44 нМ. Разработанный подход перспективен для поиска новых ингибиторов Mpro в качестве лекарственных препаратов для лечения коронавирусных инфекций.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Т. А. Филиппова

НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича; ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет)

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 119121 Москва; 117513 Москва

Р. А. Масамрех

НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича; ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет)

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 119121 Москва; 117513 Москва

Т. Е. Фарафонова

НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 119121 Москва

Ю. Ю. Худоклинова

ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет)

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 117513 Москва

В. В. Шумянцева

НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича; ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет)

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 119121 Москва; 117513 Москва

С. А. Мошковский

ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет); Институт междисциплинарных исследований Общества Макса Планка

Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 117513 Москва; 37077 Гёттинген, Германия

А. В. Кузиков

НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича; ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пирогова Минздрава России (Пироговский Университет)

Автор, ответственный за переписку.
Email: alexeykuzikov@gmail.com
Россия, 119121 Москва; 117513 Москва

Список литературы

  1. Yan, H., Zhang, R., Yan, G., Liu, Z., Liu, X., Liu, X., and Chen, Y. (2023) Production of a versatile SARS-CoV-2 main protease biosensor based on a dimerization-dependent red fluorescent protein, J. Med. Virol., 95, e28342, https://doi.org/10.1002/jmv.28342.
  2. Hu, Q., Xiong, Y., Zhu, G.-H., Zhang, Y.-N., Zhang, Y.-W., Huang, P., and Ge, G.-B. (2022) The SARS-CoV-2 main protease (Mpro): Structure, function, and emerging therapies for COVID-19, MedComm, 3, e151, https://doi.org/10.1002/mco2.151.
  3. Jin, Z., Du, X., Xu, Y., Deng, Y., Liu, M., Zhao, Y., Zhang, B., Li, X., Zhang, L., Peng, C., Duan, Y., Yu, J., Wang, L., Yang, K., Liu, F., Jiang, R., Yang, X., You, T., Liu, X., Yang, X., and Yang, H. (2020), Structure of Mpro from SARS-CoV-2 and discovery of its inhibitors, Nature, 582, 289-293, https://doi.org/10.1038/s41586-020-2223-y.
  4. Jin, Z., Mantri, Y., Retout, M., Cheng, Y., Zhou, J., Jorns, A., Fajtova, P., Yim, W., Moore, C., Xu, M., Creyer, M. N., Borum, R. M., Zhou, J., Wu, Z., He, T., Penny, W. F., O’Donoghue, A. J., and Jokerst, J. V. (2022) A charge-switchable zwitterionic peptide for rapid detection of SARS-CoV-2 main protease, Angew. Chem., 134, e202112995, https://doi.org/10.1002/anie.202112995.
  5. Chan, H. T. H., Moesser, M. A., Walters, R. K., Malla, T. R., Twidale, R. M., John, T., Deeks, H. M., Johnston-Wood, T., Mikhailov, V., Sessions, R. B., Dawson, W., Salah, E., Lukacik, P., Strain-Damerell, C., Owen, C. D., Nakajima, T., Świderek, K., Lodola, A., Moliner, V., et al. (2021) Discovery of SARS-CoV-2 Mpro peptide inhibitors from modelling substrate and ligand binding, Chem. Sci., 12, 13686-13703, https://doi.org/10.1039/d1sc03628a.
  6. Ullrich, S., and Nitsche, C. (2020) The SARS-CoV-2 main protease as drug target, Bioorg. Med. Chem. Lett., 30, 127377, https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2020.127377.
  7. Li, F., Fang, T., Guo, F., Zhao, Z., and Zhang, J. (2023) Comprehensive understanding of the kinetic behaviors of main protease from SARS-CoV-2 and SARS-CoV: new data and comparison to published parameters, Molecules, 28, 4605, https://doi.org/10.3390/molecules28124605.
  8. Antonopoulou, I., Sapountzaki, E., Rova, U., and Christakopoulos, P. (2022) Inhibition of the main protease of SARS-CoV-2 (Mpro) by repurposing/designing drug-like substances and utilizing nature’s toolbox of bioactive compounds, Comput. Struct. Biotechnol., 20, 1306-1344, https://doi.org/10.1016/j.csbj.2022.03.009.
  9. Zhu, W., Xu, M., Chen, C. Z., Guo, H., Shen, M., Hu, X., Shinn, P., Klumpp-Thomas, C., Michael, S. G., and Zheng, W. (2020) Identification of SARS-CoV-2 3CL protease inhibitors by a quantitative high-throughput screening, ACS Pharmacol. Transl. Sci., 3, 1008-1016, https://doi.org/10.1021/acsptsci.0c00108.
  10. Parigger, L., Krassnigg, A., Schopper, T., Singh, A., Tappler, K., Köchl, K., Hetmann, M., Gruber, K., Steinkellner, G., and Gruber, C. C. (2022) Recent changes in the mutational dynamics of the SARS-CoV-2 main protease substantiate the danger of emerging resistance to antiviral drugs, Front. Med., 9, 1061142, https://doi.org/10.3389/fmed.2022.1061142.
  11. Eberle, R. J., Sevenich, M., Gering, I., Scharbert, L., Strodel, B., Lakomek, N. A., Santur, K., Mohrlüder, J., Coronado, M. A., and Willbold, D. (2023) Discovery of all-d-peptide inhibitors of SARS-CoV-2 3C-like protease, ACS Chem. Biol., 18, 315-330, https://doi.org/10.1021/acschembio.2c00735.
  12. Huang, C., Shuai, H., Qiao, J., Hou, Y., Zeng, R., Xia, A., Xie, L., Fang, Z., Li, Y., Yoon, C., Huang, Q., Hu, B., You, J., Quan, B., Zhao, X., Guo, N., Zhang, S., Ma, R., Zhang, J., Wang, Y., and Yang, S. (2023) A new generation Mpro inhibitor with potent activity against SARS-CoV-2 Omicron variants, Signal Transduct. Target. Ther., 8, 128, https://doi.org/10.1038/s41392-023-01392-w.
  13. Chatterjee, S., Bhattacharya, M., Dhama, K., Lee, S.-S., and Chakraborty, C. (2023) Resistance to nirmatrelvir due to mutations in the Mpro in the subvariants of SARS-CoV-2 Omicron: another concern? Mol. Ther. Nucleic Acids, 32, 263-266, https://doi.org/10.1016/j.omtn.2023.03.013.
  14. Rodriguez-Rios, M., Megia-Fernandez, A., Norman, D. J., and Bradley, M. (2022) Peptide probes for proteases – innovations and applications for monitoring proteolytic activity, Chem. Soc. Rev., 51, 2081-2120, https://doi.org/10.1039/d1cs00798j.
  15. Feng, Y., Liu, G., La, M., and Liu, L. (2022) Colorimetric and electrochemical methods for the detection of SARS-CoV-2 main protease by peptide-triggered assembly of gold nanoparticles, Molecules, 27, 615, https://doi.org/10.3390/molecules27030615.
  16. Zhang, Q., Liu, G., and Ou, L. (2022) Electrochemical biosensor for the detection of SARS-CoV-2 main protease and its inhibitor ebselen, Int. J. Electrochem. Sci., 17, 220421, https://doi.org/10.20964/2022.04.19.
  17. Legare, S., Heide, F., Bailey-Elkin, B. A., and Stetefeld, J. (2022) Improved SARS-CoV-2 main protease high-throughput screening assay using a 5-carboxyfluorescein substrate, J. Biol. Chem., 298, 101739, https://doi.org/10.1016/j.jbc.2022.101739.
  18. Escobar, V., Scaramozzino, N., Vidic, J., Buhot, A., Mathey, R., Chaix, C., and Hou, Y. (2023) Recent advances on peptide-based biosensors and electronic noses for foodborne pathogen detection, Biosensors, 13, 258, https://doi.org/10.3390/bios13020258.
  19. Filippova, T. A., Masamrekh, R. A., Khudoklinova, Y. Y., Shumyantseva, V. V., and Kuzikov, A. V. (2024) The multifaceted role of proteases and modern analytical methods for investigation of their catalytic activity, Biochimie, 222, 169-194, https://doi.org/10.1016/j.biochi.2024.03.006.
  20. Zambry, N. S., Obande, G. A., Khalid, M. F., Bustami, Y., Hamzah, H. H., Awang, M. S., Aziah, I., and Manaf, A. A. (2022) Utilizing electrochemical-based sensing approaches for the detection of SARS-CoV-2 in clinical samples: a review, Biosensors, 12, 473, https://doi.org/10.3390/bios12070473.
  21. Lipińska, W., Grochowska, K., and Siuzdak, K. (2021) Enzyme immobilization on gold nanoparticles for electrochemical glucose biosensors, Nanomaterials, 11, 1156, https://doi.org/10.3390/nano11051156.
  22. Sanko, V., and Kuralay, F. (2023) Label-free electrochemical biosensor platforms for cancer diagnosis: recent achievements and challenges, Biosensors, 13, 333, https://doi.org/10.3390/bios13030333.
  23. Brabec, V., and Mornstein, V. (1980) Electrochemical behaviour of proteins at graphite electrodes. I. Electrooxidation of proteins as a new probe of protein structure and reactions, Biochim. Biophys. Acta Protein Struct., 625, 43-50, https://doi.org/10.1016/0005-2795(80)90106-3.
  24. Brabec, V., and Mornstein, V. (1980) Electrochemical behaviour of proteins at graphite electrodes. II. Electrooxidation of amino acids, Biophys. Chem., 12, 159-165, https://doi.org/10.1016/0301-4622(80)80048-2.
  25. Reynaud, J. A., Malfoy, B., and Bere, A. (1980) The electrochemical oxidation of three proteins: RNAase A, bovine serum albumin and concanavalin A at solid electrodes, J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem., 116, 595-606, https://doi.org/10.1016/S0022-0728(80)80281-6.
  26. Reynaud, J. A., Malfoy, B., and Canesson, P. (1980) Electrochemical investigations of amino acids at solid electrodes, J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem., 114, 195-211, https://doi.org/10.1016/S0022-0728(80)80447-5.
  27. Shumyantseva, V. V., Suprun, E. V., Bulko, T. V., and Archakov, A. I. (2014) Electrochemical methods for detection of post-translational modifications of proteins, Biosens. Bioelectron., 61, 131-139, https://doi.org/10.1016/j.bios.2014.05.001.
  28. Filippova, T. A., Masamrekh, R. A., Shumyantseva, V. V., Latsis, I. A., Farafonova, T. E., Ilina, I. Y., Kanashenko, S. L., Moshkovskii, S. A., and Kuzikov, A. V. (2023) Electrochemical biosensor for trypsin activity assay based on cleavage of immobilized tyrosine-containing peptide, Talanta, 257, 124341, https://doi.org/10.1016/j.talanta.2023.124341.
  29. Hood, C. A., Fuentes, G., Patel, H., Page, K., Menakuru, M., and Park, J. H. (2008) Fast conventional Fmoc solid-phase peptide synthesis with HCTU, J. Pept. Sci., 14, 97-101, https://doi.org/10.1002/psc.921.
  30. Shumkov, A. A., Suprun, E. V., Shatinina, S. Z., Lisitsa, A. V., Shumyantseva, V. V., and Archakov, A. I. (2013) Gold and silver nanoparticles for electrochemical detection of cardiac troponin I based on stripping voltammetry, Bionanoscience, 3, 216-222, https://doi.org/10.1007/s12668-013-0090-9.
  31. Rusling, J. F., Wang, B., and Yun, S. (2008) Electrochemistry of redox enzymes, in Bioelectrochemistry: Fundamentals, Experimental Techniques and Applications, Wiley, pp. 39-85, https://doi.org/10.1002/9780470753842.ch2.
  32. Anne, A., Chovin, A., and Demaille, C. (2012) Optimizing electrode-attached redox-peptide systems for kinetic characterization of protease action on immobilized substrates. Observation of dissimilar behavior of trypsin and thrombin enzymes, Langmuir, 28, 8804-8813, https://doi.org/10.1021/la301316r.
  33. Ucar, A., González-Fernández, E., Staderini, M., Avlonitis, N., Murray, A. F., Bradley, M., and Mount, A. R. (2020) Miniaturisation of a peptide-based electrochemical protease activity sensor using platinum microelectrodes, Analyst, 145, 975-982, https://doi.org/10.1039/c9an02321f.
  34. Paimard, G., Ghasali, E., and Baeza, M. (2023) Screen-printed electrodes: fabrication, modification, and biosensing applications, Chemosensors, 11, 113, https://doi.org/10.3390/chemosensors11020113.
  35. Icimoto, M. Y., Brito, A. M. M., Ramos, M. P. C., Oliveira, V., and Nantes-Cardoso, I. L. (2020) Increased stability of oligopeptidases immobilized on gold nanoparticles, Catalysts, 10, 78, https://doi.org/10.3390/catal10010078.
  36. Kamal, N. N. A., Anuar, N. S., Noordin, R., Rahumatullah, A., and Hamzah, H. H. (2022) Electrodeposited gold nanoparticle (AuNP)-film as a nanoplatform for a label-free electrochemical strongyloidiasis immunosensor, J. Electrochem. Soc., 169, 106514, https://doi.org/10.1149/1945-7111/ac9434.
  37. Soldatkin, O. O., Soldatkina, O. V., Piliponskiy, I. I., Rieznichenko, L. S., Gruzina, T. G., Dybkova, S. M., Dzyadevych, S. V., and Soldatkin, A. P. (2022) Application of gold nanoparticles for improvement of analytical characteristics of conductometric enzyme biosensors, Appl. Nanosci., 12, 995-1003, https://doi.org/10.1007/s13204-021-01807-6.
  38. Kilic, N. M., Singh, S., Keles, G., Cinti, S., Kurbanoglu, S., and Odaci, D. (2023) Novel approaches to enzyme-based electrochemical nanobiosensors, Biosensors, 13, 622, https://doi.org/10.3390/bios13060622.
  39. Zakharova, M. Y., Kuznetsova, A. A., Uvarova, V. I., Fomina, A. D., Kozlovskaya, L. I., Kaliberda, E. N., Kurbatskaia, I. N., Smirnov, I. V., Bulygin, A. A., Knorre, V. D., Fedorova, O. S., Varnek, A., Osolodkin, D. I., Ishmukhametov, A. A., et al. (2021) Pre-steady-state kinetics of the SARS-CoV-2 main protease as a powerful tool for antiviral drug discovery, Front. Pharmacol., 12, 773198, https://doi.org/10.3389/fphar.2021.773198.
  40. Rut, W., Groborz, K., Zhang, L., Sun, X., Zmudzinski, M., Pawlik, B., Wang, X., Jochmans, D., Neyts, J., Młynarski, W., Hilgenfeld, R., and Drag, M. (2021) SARS-CoV-2 Mpro inhibitors and activity-based probes for patient-sample imaging, Nat. Chem. Biol., 17, 222-228, https://doi.org/10.1038/s41589-020-00689-z.
  41. Zhang, L., Lin, D., Sun, X., Curth, U., Drosten, C., Sauerhering, L., Becker, S., Rox, K., and Hilgenfeld, R. (2020) Crystal structure of SARS-CoV-2 main protease provides a basis for design of improved α-ketoamide inhibitors, Science, 368, 409-412, https://doi.org/10.1126/science.abb3405.
  42. Melano, I., Lo, Y.-C., and Su, W.-C. (2023) Characterization of host substrates of SARS-CoV-2 main protease, Front. Microbiol., 14, 1251705, https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1251705.
  43. Dey-Rao, R., Smith, G. R., Timilsina, U., Falls, Z., Samudrala, R., Stavrou, S., and Melendy, T. (2021) A fluorescence-based, gain-of-signal, live cell system to evaluate SARS-CoV-2 main protease inhibition, Antiviral Res., 195, 105183, https://doi.org/10.1016/j.antiviral.2021.105183.
  44. Hartini, Y., Saputra, B., Wahono, B., Auw, Z., Indayani, F., Adelya, L., Namba, G., and Hariono, M. (2021) Biflavonoid as potential 3-chymotrypsin-like protease (3CLpro) inhibitor of SARS-Coronavirus, Results Chem., 3, 100087, https://doi.org/10.1016/j.rechem.2020.100087.
  45. Park, J., and Kim, M. (2015) Strategies in protein immobilization on a gold surface, Appl. Sci. Converg. Technol., 24, 1-8, https://doi.org/10.5757/ASCT.2015.24.1.1.
  46. Gatto, E., and Venanzi, M. (2013) Self-assembled monolayers formed by helical peptide building blocks: a new tool for bioinspired nanotechnology, Polym. J., 45, 468-480, https://doi.org/10.1038/pj.2013.27.
  47. Snir, E., Amit, E., Friedler, A., and Yitzchaik, S. (2015) A highly sensitive square wave voltammetry based biosensor for kinase activity measurements, Biopolymers, 104, 515-520, https://doi.org/10.1002/bip.22653.
  48. Taraballi, F., Natalello, A., Campione, M., Villa, O., Doglia, S. M., Paleari, A., and Gelain, F. (2010) Glycine-spacers influence functional motifs exposure and self-assembling propensity of functionalized substrates tailored for neural stem cell cultures, Front. Neuroeng., 3, 1161, https://doi.org/10.3389/neuro.16.001.2010.
  49. Suprun, E. V., Shumyantseva, V. V., and Archakov, A. I. (2014) Protein electrochemistry: application in medicine. A review, Electrochim. Acta, 140, 72-82, https://doi.org/10.1016/j.electacta.2014.03.089.
  50. Moulaee, K., and Neri, G. (2021) Electrochemical amino acid sensing: a review on challenges and achievements, Biosensors, 11, 502, https://doi.org/10.3390/bios11120502.
  51. Anderson, M. J., Song, Y., Fan, H., Wright, J. G., Ren, Z., Hua, D. H., Koehne, J. E., Meyyappan, M., and Li, J. (2020) Simultaneous, multiplex quantification of protease activities using a gold microelectrode array, Biosens. Bioelectron., 165, 112330, https://doi.org/10.1016/j.bios.2020.112330.
  52. Sondag, D., Merx, J., Rossing, E., Boltje, T. J., Löwik, D. W. P. M., Nelissen, F. H. T. M. van Geffen, van’t Veer, C., van Heerde, W. L., and Rutjes, F. P. J. T. (2022) Luminescent assay for the screening of SARS-CoV-2 Mpro inhibitors, Chembiochem, 23, e202200190, https://doi.org/10.1002/cbic.202200190.
  53. Xu, M., Zhou, J., Cheng, Y., Jin, Z., Clark, A. E., He, T., Yim, W., Li, Y., Chang, Y.-C., Wu, Z., Fajtová, P., O’Donoghue, A. J., Carlin, A. F., Todd, M. D., and Jokerst, J. V. (2022) A self-immolative fluorescent probe for selective detection of SARS-CoV-2 main protease, Anal. Chem., 94, 11728-11733, https://doi.org/10.1021/acs.analchem.2c02381.
  54. Gutiérrez, O. A., Salas, E., Hernández, Y., Lissi, E. A., Castrillo, G., Reyes, O., Garay, H., Aguilar, A., García, B., Otero, A., Chavez, M. A., and Duarte, C. A. (2002) An immunoenzymatic solid-phase assay for quantitative determination of HIV-1 protease activity, Anal. Biochem., 307, 18-24, https://doi.org/10.1016/s0003-2697(02)00009-x.
  55. Lee, J., Arrigan, D. W. M., and Silvester, D. S. (2016) Mechanical polishing as an improved surface treatment for platinum screen-printed electrodes, Sensing BioSensing Res., 9, 38-44, https://doi.org/10.1016/j.sbsr.2016.05.006.
  56. Nashed, N. T., Aniana, A., Ghirlando, R., Chiliveri, S. C., and Louis, J. M. (2022) Modulation of the monomer-dimer equilibrium and catalytic activity of SARS-CoV-2 main protease by a transition-state analog inhibitor, Commun. Biol., 5, 160, https://doi.org/10.1038/s42003-022-03084-7.
  57. Rebetez, T. (2022) SARS-CoV-2 main protease: a kinetic approach, J. Phys. Chem. Biophys., 12, 331, https:// doi.org/10.35248/2161-0398.22.12.331.
  58. Davis, D. A., Bulut, H., Shrestha, P., Yaparla, A., Jaeger, H. K., Hattori, S.-I., Wingfield, P. T., Mieyal, J. J., Mitsuya, H., and Yarchoan, R. (2021) Regulation of the dimerization and activity of SARS-CoV-2 main protease through reversible glutathionylation of cysteine 300, MBio, 12, e0209421, https://doi.org/10.1128/mBio.02094-21.
  59. Sacco, M. D., Ma, C., Lagarias, P., Gao, A., Townsend, J. A., Meng, X., Dube, P., Zhang, X., Hu, Y., Kitamura, N., Hurst, B., et al. (2020) Structure and inhibition of the SARS-CoV-2 main protease reveals strategy for developing dual inhibitors against Mpro and cathepsin L, Sci. Adv., 6, eabe0751, https://doi.org/10.1126/sciadv.abe0751.
  60. Abian, O., Ortega-Alarcon, D., Jimenez-Alesanco, A., Ceballos-Laita, L., Vega, S., Reyburn, H. T., Rizzuti, B., and Velazquez-Campoy, A. (2020) Structural stability of SARS-CoV-2 3CLpro and identification of quercetin as an inhibitor by experimental screening, Int. J. Biol. Macromol., 164, 1693-1703, https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2020.07.235

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Схема 1. Предполагаемый механизм электрохимического окисления тирозина

Скачать (64KB)
Метаданные
3. Схема 2. Фрагмент пептида, расщепляемого Mpro, где P1 – остаток глутамина

Скачать (13KB)
Метаданные
4. Рис. 1. Модификация ПГЭ AuНЧ, полученными электросинтезом, и иммобилизация модельного пептида CGGGAVLQSGY за счёт образования химической связи между меркаптогруппой цистеина и AuНЧ. Стрелкой показан сайт расщепления пептида под действием Mpro

Скачать (251KB)
Метаданные
5. Рис. 2. Циклические вольтамперограммы ПГЭ/AuНЧ после инкубации с различными концентрациями модельного пептида CGGGAVLQSGY (0–6 мМ) в течение 2 ч при 4 °C. Измерения проводились в 60 мкл 0,1 М калий-фосфатного буфера (pH 7,4), содержащего 50 мМ NaCl. Скорость сканирования 50 мВ/с. Стрелка показывает направление сканирования

Скачать (272KB)
Метаданные
6. Рис. 3. Зависимость поверхностной концентрации (Г0) электроактивного пептида CGGGAVLQSGY от его концентрации в растворе, наносимом на ПГЭ/AuНЧ с последующей инкубацией в течение 2 ч при 4 °C. Представлены средние значения из не менее трёх повторов экспериментов ± стандартные отклонения

Скачать (168KB)
Метаданные
7. Рис. 4. Циклические вольтамперограммы ПГЭ/AuНЧ с иммобилизованным модельным пептидом CGGGAVLQSGY после инкубации с различными концентрациями Mpro (0–1500 нМ) в течение 1200 с при 37 °C. Измерения проводились в 60 мкл 0,1 М калий-фосфатного буфера (pH 7,4), содержащего 50 мМ NaCl. Скорость сканирования 50 мВ/с. Стрелка показывает направление сканирования

Скачать (305KB)
Метаданные
8. Рис. 5. Зависимости доли нерасщеплённого пептида CGGGAVLQSGY (%) от времени его инкубации (t) с различными концентрациями Mpro (0–1500 нМ). Представлены средние значения из не менее трёх повторов экспериментов ± стандартные отклонения

Скачать (323KB)
Метаданные
9. Рис. 6. Зависимость доли нерасщеплённого пептида (%) от логарифма концентраций Mpro. Представлены средние значения из не менее трёх повторов экспериментов ± стандартные отклонения

Скачать (212KB)
Метаданные
10. Рис. 7. Зависимости доли расщеплённого модельного пептида CGGGAVLQSGY под действием Mpro (θ) от времени инкубации (t) с различными концентрациями фермента (50–1500 нМ). Представлены средние значения из не менее трёх повторов экспериментов ± стандартные отклонения

Скачать (269KB)
Метаданные
11. Рис. 8. Зависимость константы эффективной (keff) от концентрации Mpro, наносимой на поверхность ПГЭ/AuНЧ с иммобилизованным пептидом CGGGAVLQSGY. Представлены средние значения из не менее трёх повторов экспериментов ± стандартные отклонения

Скачать (181KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025